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首先我们需要先回顾下3’端polyA尾的功能:保护帽结构不被降解,与polyA结合蛋白、5’ Cap(帽结构)和翻译起始因子蛋白协同作用,启动蛋白质的翻译。多数mRNA的polyA长度为50–200 nt,以维持正常的生物学功能。polyA尾的有无与长度是mRNA药物的关键质量属性之一。
当前polyA尾的检测分为两种思路:
① 与加帽率的分析策略类似,酶切后纯化回收3’端polyA尾,随后通过毛细管电泳(CE)、变性聚丙烯酰胺凝胶电泳(PAGE)、高效液相色谱(HPLC)或液相色谱质谱联用(LC-MS),对polyA尾进行定性和定量分析。
② 基于二代或三代测序技术表征polyA,已报道的测序方法包括TAIL-seq、PAL-seq、FLAM-Seq和PAIso-Seq等。
2018年诺华公司Beverly M等发表在Anal Bioanal Chem杂志的一篇文章,《Poly A tail length analysis of in vitro transcribed mRNA by LC-MS》,研究基于RNAse T1酶切与oligo dT磁珠纯化得到polyA尾,使用液相色谱质谱联用(LC-MS)检测polyA尾长度的分布,目前该策略是当前mRNA体外制备工艺中较为常用的方法。
2022年Brouze A等发表在Wiley Interdiscip Rev RNA期刊的一篇综述,《Measuring the tail: Methods for poly(A) tail profiling》,总结了利用二代(Illumina)或三代(PacBio)测序与RNA直接测序平台检测polyA尾,可在分析polyA长度分布的同时表征序列的完整性和准确性。
01
基于内切酶与LC-MS平台的polyA尾检测
1)mRNA样品制备
一步法加尾:设计模板序列,包括不同长度polyA尾(27-112 nt),体外转录(IVT)制备mRNA样品。
酶法加尾:模板序列不包括polyA,使用大肠杆菌来源的polyA聚合酶进行mRNA的加尾修饰。制备得到的mRNA进行琼脂糖凝胶电泳,确认mRNA样品的长度和完整性。以10 nt和20 nt 的polyA为标准品。
2)RNAse T1酶切与磁珠纯化
① 酶切:内切酶RNAse T1可特异性地在单链RNA的鸟嘌呤核糖核苷酸(G)后进行切割。100 pmol mRNA加热至95℃后迅速降至25℃,随后加入10×RNase H缓冲液、2 μl RNase T1酶(100 μl体系),37℃孵育3小时。
② 纯化:通过polyA尾与oligo dT磁珠特异性结合进行纯化,使用0.1 M醋酸铵溶液清洗磁珠,随后加入75%甲醇,80℃孵育1 min,洗脱polyA片段。③换液:通过旋转蒸发去除甲醇,重悬于含1%甲醇的0.1 mM EDTA溶液,用于LC-MS分析。
3)LC-MS分析
使用高分辨液相质谱联用仪,固定相为ACQUITY C18色谱柱,流动相A为200 mM六氟异丙醇+8.15 mM三乙胺(pH 7.9),流动相B为100%MeOH。
洗脱条件为:5%B洗脱1min,1-12 min内B浓度由5%线性增加到25%,然后90%B冲洗1min后恢复5%B。紫外波长设置为260 nm。
4)不同加尾方法得到的polyA尾长度评估
与利用质粒模板转录生成polyA相比,酶法加尾的mRNA样品的出峰更宽,polyA尾长度的分散性更大。
5)HPLC与MS的分辨率
当polyA长度为27 nt时,高效液相色谱(HPLC)可有效分离相差一个腺苷的polyA,但当碱基个数增加至64或100,HPLC未能有效分离相差一个腺苷的polyA(图2a)。而质谱(MS)可弥补这一缺陷,当polyA长度为100 nt,电喷雾质谱图可精确检测任一不同分子量的polyA(即不同长度的polyA),通过峰强度对polyA长度分布进行相对定量(图2b)。
如上所述,文章介绍了一种分析mRNA polyA尾长的方法。该方法基于RNase T1将polyA从mRNA序列上切割下来,通过dT磁珠特异性捕获polyA,然后借助LC-MS的高分辨率,定量分析mRNA的polyA尾长度分布。
基于该策略的可替代方法包括:根据核苷酸序列特性,使用其他RNA酶(如RNase A或RNase H)代替RNase T1,以获得polyA片段,随后通过毛细管电泳、HPLC对短核苷酸进行分离与定量分析。
02
基于测序平台的polyA尾检测
有研究报道,可利用Illumina二代测序、PacBio三代测序与纳米孔RNA直接测序平台分析polyA,测序原理及流程如下:
1)基于Illumina平台分析polyA尾
Illumina RNA-Seq的原理是通过富集mRNA(polyA富集)或去除rRNA,产生片段化的RNA序列,然后将RNA逆转录生成双链cDNA,在片段末尾加入测序接头后进行PCR扩增。cDNA分子聚集在流动池,通过DNA合成体系中的3’端封锁荧光标记的核苷酸底物读取荧光信号,从一端(单端测序)或两端(成对末端测序)进行测序。
常用的方法包括TAIL-Seq和PAL-Seq,借助于制备完整的包括polyA尾在内的3’端mRNA测序文库。首先将RNA与生物素化的3’端DNA接头连接,并用RNase T1部分酶切,留下完整的polyA尾,随后使用链霉亲和素磁珠捕获3’端片段。通过凝胶电泳筛选不同条带,并与5’端接头连接,为逆转录、文库扩增和测序提供完整的模板。如图3所示,PAL-Seq和TAIL-Seq的不同在于DNA接头,TAIL-Seq仅存在一个单链DNA接头,测序过程需去除rRNA。而PAL-Seq技术除单链DNA接头外,还存在一端与polyA尾和3’端接头互补的DNA寡核苷酸序列,提高了连接效率,因此不需去除rRNA。
Illumina测序技术的不足在于,由于polyA的长多聚物特性,容易产生PCR扩增的偏倚,保真度较低,序列准确性较低。
2)基于PacBio平台分析PolyA尾
不同于Illumina短cDNA片段合成测序的方法,PacBio采用单分子实时测序技术,在处理均聚物的效果优于Illumina,可对全长RNA分子进行测序,提供有关polyA的长度和序列信息。
常用方法包括FLAM-Seq和PAIso-Seq。如图4所示,两种方案的主要步骤是3’端延伸、逆转录、cDNA扩增、环状接头连接和PacBio测序。
二者的不同点为:
FLAM-Seq首先选择带有polyA尾的mRNA,随后对其进行G/I加尾。逆转录引物由5’末端的PCR handle组成,然后在模板置换寡核苷酸(TSO)的情况下合成第二链,最后将合成的双链cDNA扩增并进行PacBio测序。而PAIso-Seq首先与oligo dT结合,3’末端延伸,经USER降解oligo dT寡核苷酸,随后经逆转录、PCR扩增双链cDNA并进行PacBio测序。PacBio具备均聚物测序能力,可用于分析polyA尾的序列组成。
3)基于纳米孔RNA直接测序平台分析polyA尾
纳米孔RNA直接测序平台由Oxford NanoporeTechnologies(ONT)推出,与二代、三代测序相比,纳米孔RNA直接测序技术分析polyA尾不需进行PCR,流程如图5所示,将3’端接头连接至mRNA(含polyA),逆转录(可选操作)后连接至3’端测序接头(与动力蛋白连接),随后被加载到纳米孔形成的流动池,施加电压后,在动力蛋白驱动下,RNA由3’端至5’端通过纳米孔,根据特异性电流信号分辨碱基序列。纳米孔RNA直接测序平台不需切断mRNA序列,直接读取全长序列;该平台不依赖于逆转录和PCR反应,可以同时表征序列的完整性、准确性和核苷酸修饰。
03
结语
2018年Beverly M等使用内切酶RNase T1进行特异性切割,利用磁珠分离得到5’端polyA尾,随后通过LC-MS有效分离不同分子量大小的核苷酸序列,从而定量分析polyA尾长度分布。该方法是体外合成mRNA polyA尾的常用表征方法。
随着测序技术的发展,科学家们开始基于测序平台分析polyA尾长度。基于Illumina平台的TAIL-Seq和PAL-Seq技术,以及第三代测序技术PacBio平台,通过构建cDNA文库对polyA尾或全长mRNA进行测序,可检测polyA尾长度和序列完整性。但二者均依赖于PCR扩增cDNA,长均聚物的存在导致PCR扩增不可避免地存在偏差,可能对polyA尾长和序列准确性造成影响。ONT开发的直接测序方法,不依赖于逆转录与PCR扩增,可以实现polyA尾部长度及序列准确性的检测,不存在PCR偏倚性。然而以TAILseq、PALseq、FLAMseq、PATseq及纳米孔测序为代表的测序技术通量大、设备要求高,鉴于体外合成的mRNA通量较小,无法体现测序技术的高通量优势。
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